Get 20M+ Full-Text Papers For Less Than $1.50/day. Start a 14-Day Trial for You or Your Team.

Learn More →

Microplastics and Per- and Polyfluoroalkyl Substances (PFAS) Analysis in Sea Turtles and Bottlenose Dolphins along Mississippi’s Coast

Microplastics and Per- and Polyfluoroalkyl Substances (PFAS) Analysis in Sea Turtles and... Article  Microplastics and Per‐ and Polyfluoroalkyl Substances (PFAS)  Analysis in Sea Turtles and Bottlenose Dolphins along   Mississippi’s Coast  1,† 2,† 1,† 1 1 Chanaka M. Navarathna  , Hannah Pray  , Prashan M. Rodrigo  , Beatrice Arwenyo  , Cassidy McNeely  ,   1 3 1 1 1 1 Henry Reynolds  , Natalie Hampton  , Katherine Lape  , Katie Roman  , Maddie Heath  , Sean Stokes  ,   4 5 6 7 8 Sameera R. Gunatilake  , Gombojav Ariunbold  , Felio Perez  , Rooban V. K. G. Thirumalai  , EI Barbary Hassan  ,  8,9 10 11,12 2,13 2,13 13,14 Islam Elsayed  , Dinesh Mohan  , Ashli Brown  , Debra Moore  , Stephen Reichley  , Mark Lawrence     1, and Todd E. Mlsna  *    Department of Chemistry, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA    Department of Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine, Mississippi State University,   Starkville, MS 39762, USA    Department of Biological Sciences, Tougaloo College, Tougaloo, MS 39174, USA    College of Chemical Sciences, Institute of Chemistry Ceylon, Rajagiriya, CO 10100, Sri Lanka    Department of Physics and Astronomy, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA    Material Science Lab, Integrated Microscopy Center, University of Memphis, Memphis, TN 38152, USA  7 2   Institute of Imaging and Analytic Technology (I AT), Mississippi State University,   Starkville, MS 39762, USA    Department of Sustainable Bioproducts, Mississippi State University, Box 9820, Starkville, MS 39762, USA    Department of Chemistry, Faculty of Science, Damietta University,   New Damietta 34517, Damietta Governorate, Egypt    School of Environmental Sciences, Jawaharlal Nehru University, New Delhi 110067, India    Department of Biochemistry, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA  Citation: Navarathna, C.M.; Pray,    Mississippi State Chemical Laboratory, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA  H.; Rodrigo, P.M.; Arwenyo, B.;  13   Global Center for Aquatic Health and Food Security, Mississippi State University,   McNeely, C.; Reynolds, H.;   Starkville, MS 39762, USA  Hampton, N.; Lape, K.; Roman, K.;    Comparative Biomedical Sciences, College of Veterinary Medicine, Mississippi State University,   Heath, M.; et al. Microplastics and  Starkville, MS 39762, USA  *  Correspondence: tmlsna@chemistry.msstate.edu; Tel.: +662‐325‐6744; Fax: +662‐325‐1618  Per‐ and Polyfluoroalkyl Substances    These authors contributed equally to this work.  (PFAS) Analysis in Sea Turtles and  Bottlenose Dolphins along   Abstract: Global plastic production and usage has increased annually for decades and microplastic  Mississippi’s Coast. Analytica 2023,  pollutants (≤5 mm) are a growing concern. Microplastics in surface waters can adsorb and desorb  4, 12–26. https://doi.org/10.3390/  analytica4010003  harmful chemicals such as per‐ and polyfluoroalkyl substances (PFAS). Microplastics can accumu‐ late across all tropic levels in the marine food web. The purpose of this research was to analyze the  Academic Editor: Marcello Locatelli  stomach and intestinal contents of stranded (Mississippi coast) bottlenose dolphins and sea turtles  Received: 20 October 2022  for the presence of microplastics and commonly found PFAS, PFOS, PFOA, and GenX. Gut contents  Revised: 30 December 2022  were digested (10% KOH in 50% MeOH) and then analyzed for microplastics using pyrolysis gas  Accepted: 4 January 2023  chromatography‐mass  spectrometry  (Pyro‐GC‐MS),  Nile  red  microscopy,  X‐ray  photo  electron  Published: 18 January 2023  spectroscopy (XPS), and Raman spectroscopy. Digested sample filtrate was pre‐concentrated using  solid‐phase extraction (SPE) before PFAS liquid chromatography‐tandem mass spectrometry (LC‐ MS/MS) analysis. The PFOS extraction and analysis had 98.6% recovery when validated with certi‐ Copyright:  ©  2023  by  the  authors.  fied pike‒perch fish reference material. The Nile red testing on most samples revealed the presence  Licensee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  of microplastics (Table S1). The Pyro‐GC‐MS results from two samples confirmed the presence of  This article  is an open access article  the plasticizer acetamide. The Raman spectroscopy analysis indicated characteristic plastic peaks  distributed  under  the  terms  and  corresponding to polystyrene in one sample. PFOS (95.5 to 1,934.5 μg/kg) was detected in three  conditions of the Creative Commons  dolphin stomach samples. This project is part of a long‐term study with the goal of a better under‐ Attribution  (CC  BY)  license  standing of microplastics and PFAS environmental contamination and their impact on bottlenose  (https://creativecommons.org/license dolphins and sea turtles.  s/by/4.0/).  Analytica 2023, 4, 12–26. https://doi.org/10.3390/analytica4010003  www.mdpi.com/journal/analytica  Analytica 2023, 4  13  Keywords: microplastics; dolphin; sea turtles; PFAS; PFOS; Pyro‐GC‐MS; analysis  1. Introduction  Plastic production is estimated to double over the next 20 years and almost quadru‐ ple by 2050 worldwide [1]. At present, it is estimated that 13 million tons of plastics pollute  the water each year [2]. The pollution may be linked to unsuccessful recycling, littering,  and even weather events that cause plastics to travel [3]. Plastic has become popular due  to its wide variability in usage. Plastic materials have allowed for energy conservation,  lower costs, mass production, and a variety of advances in society [4]. However, with the  qualities that cause plastic to be a desirable material, the harsh reality of its non‐biode‐ gradable properties arises [5]. This effect is the accumulation of plastics and microplastics  that will last hundreds of years in the world’s oceans. It is estimated that 50–80% of the  pollution that occurs within the oceans is due to plastics [6]. Although the properties do  not allow the complete disintegration of plastics over a short period, larger fragments can  be broken down into smaller microplastics based on their distinctive physical and chemi‐ cal characteristics and the environment [7].  The microplastic size on its longest side can be defined as <5 mm [8]. The category  can be further broken down into many shapes, including spheres, fibers, pellets, film, and  irregular  fragments  [9].  Primary  microplastics  originate  from  plastic‐producing  indus‐ tries, facial wash, soap, cosmetics additives, and waste. In contrast, secondary microplas‐ tics may originate from clothing materials [9] or have been broken off into larger pieces  by the mechanical and chemical stresses that fabrics undergo during a washing process  [7].  Microplastics are hazardous due to their small nature and their resemblance to food  causing animals to ingest them unknowingly or willingly [10]. Microplastics also have a  high surface area to volume ratio that allows for the potential of heavy metal and organic  pollutant absorption [11]. Fish often ingest microplastics containing toxic chemicals. Once  absorbed in the body, these toxins can cause several irreversible problems. Even without  chemicals, the physical properties of microplastics can block the intestinal tract and over‐ crowd the stomach [11]. This then leads to a lack of appetite in fish, which can ultimately  result in death due to starvation. These fish can be eaten by predators, which some believe  leads to a trophic transfer of microplastics [11,12]. The continuation of the microplastic  throughout different species is dangerous, as there is no way to filter them out of the  oceans due to the size of the particles [3]. Microplastics are slipping their way into the  environment, affecting not only ecosystems and animals but also, in the long run, humans  [13].  As  microplastics  are  an  emerging  area  of  study,  scientists  are  finding  increasing  amounts in various samples. Microplastics have been studied in the environment, with  scientists looking closely at sediments [11] and seawater [11] where organisms live to bet‐ ter  understand  plastics’  prevalence.  Smaller  organisms,  plankton  [14],  sea  vase  [15],  shrimp  [16],  and  crabs  [17]  have  also  been  tested  for  plastic  contamination.  Fish  from  around the world [7,17–26] are being used to learn how different fish are affected by mi‐ croplastics and if they have any trace of particulate matter. Larger animals, such as dol‐ phins [18], sea turtles [19–21], and whales [8,22], have also been investigated for micro‐ plastics.  MPs could conceal further dangers, such as their association with persistent organic  pollutants (POPs) such as PFAS, dioxane, pesticides, chloroethanes, etc. [23]. When POPs  are exposed repeatedly, they can accumulate in the environment in high quantities and  eventually leak into living things, affecting the function of their organs.  PFAS are a group of manmade chemicals [24]. They were first introduced in 1940  because they have excellent chemical and thermal resistant, hydrophobic, zwitterionic,  and surface‐active properties and hence are used in a wide variety of applications in the    Analytica 2023, 4  14  US  and  around  the  globe,  including  non‐stick,  stain‐resistant  coatings,  microwaveable  food packaging, firefighting foams, cosmetics, waterproof clothing, electronics, etc. [25].  Common PFASs are perfluorinated carboxylic acids (PFCAs), perfluorocarbon sulfonic  acids  (PFSAs),  perfluorooctanoic  acid  (PFOA),  and  perfluoro‐octane  sulfonate  (PFOS).  These compounds are highly persistent in the environment because of the stable C‒F back‐ bone. The high electronegativity of F‐atoms causes C‒F bond to be very short and strong.  The C‒F bond has bond energy between 485 kJ/mol and 585 kJ/mol [26]. At concentrations  as low as 70 ng/L levels, they cause deleterious effects, including development effects, cell  cycle alteration [3], infertility, and carcinogenicity [27–29]. Upon exposure to even low  ppm levels, they can bioaccumulate in the body for up to 9 years because of their high fat  solubility [27–29]. Alarmingly high PFAS concentrations have been found in various bot‐ tlenose dolphin organs/tissues. For example, Charleston bottlenose dolphin plasma con‐ tained 49‒1,171 ng/g PFOS [30]. Up to 62,973 ng/g PFOS were detected in the livers of  bottlenose dolphins stranded along the northern Adriatic Sea [31]. The total PFAS in 12  liver samples from New Zealand ranged from 11.3 to 110.4 ng/g (median = 34.1) [32].  The meticulous extraction of MPs without altering their chemistry or morphology by  optimizing the digestion process by utilizing different extraction solvents and co‐extrac‐ tion PFAS without losing the recovery has not yet been the subject of any research. This is  crucial to speed up many analyses, accurately analyze MPs, and track them to their source.  Hence, in this work, the stomach contents of bottlenose dolphins and Kemp’s ridley sea  turtles obtained from The Institute of Marine Mammal Studies (IMMS) in Gulfport, MS,  were used. The dolphins in the Northern Gulf of Mexico are top predators. The Kemp’s  ridley sea turtle is considered the world’s most critically endangered. The dietary contents  of dolphins sampled include a variety of digested fish and shrimp. At the same time, the  Kemp’s ridley sea turtle gut contained crabs, other crustaceans, and primarily fish (from  opportunistic feeding). The objectives of this study were to (i) optimize a complete diges‐ tion method without altering the plastic morphology and chemical texture, (ii) discover if  microplastics existed in the samples, and (iii) evaluate their characteristics such as size,  color, shape, and type of plastic, and (iv) to develop and optimize a method to pre‐con‐ centrate and analyze targeted PFAS (PFOS, PFOA, and GenX) in the stomach contents in  both dolphin and sea turtles.  2. Materials and Methods  All the plastic standards and chemicals were purchased from Sigma‐Aldrich unless  otherwise noted.  2.1. Digestion Optimization  To the best of our knowledge, no previous work has reported the systematic devel‐ opment of plastic extraction  protocols from stomach contents. Many studies have em‐ ployed different strengths of KOH, HCl, and H2O2 primarily to digest animal tissues but  they have paid little or no attention to the chemical interactions that can occur with poly‐ mers and cause their breakdown.  Careful plastic extraction without altering their chemistry and morphology is crucial.  Hence, we systematically investigated sample digestion and plastic extraction. For this  purpose, several standard plastics (polyethylene [PE], polystyrene [PS], polyvinyl alcohol  [PVA],  polyvinyl  chloride  [PVC],  polyamide  [PA],  polyurethane  [PU],  polypropylene  [PP], and polyethylene terephthalate [PET]) were immersed in different digestion solu‐ tions (% HCl, 4% HCl, 6% HCl, 8% HCl, 10% HCl, 5% KOH, 10% KOH, 15% KOH, 20%  KOH, 25% KOH, 5% H2O2, 10% H2O2, 15% H2O2, 20% H2O2, 25% H2O2, 30% H2O2, 5% KOH  in 50% MeOH, 10% KOH in 50% MeOH, 15% KOH in 50% MeOH, 20% KOH in 50%  MeOH, and 25% KOH in 50% MeOH) that are commonly used to digest animal tissues  [33]. Briefly, a 100 mg portion of each plastic was added into a test tube for each solution  and 10 mL of the solution was added in a 1:100 w/v ratio. After 24 h on the shaker, the  mixtures  were  vacuum  filtrated  using  a  glass  funnel  and  dried  on  a  watch  glass.  The    Analytica 2023, 4  15  Fourier‐transformed infra‐red (FT‐IR) spectra for each plastic before and after digestion  were recorded and compared. The peak shifts and the emergence of new peaks were in‐ dicators of the plastic chemistry or morphological changes.  2.2. Digestion of Tissues  The stomach and intestine samples for MP and PFAS analysis were excised from each  carcass using a stainless‐steel knife and placed in aluminum bags before storage at −20 °C.  The samples were thawed at 2–8 °C then allowed to warm to room temperature (25–30  °C). The gastrointestinal content of the dolphin and sea turtle stomachs and intestines  were labeled and each large sample was divided into 10 smaller sections. The smaller sec‐ tions were weighed to 2.00 g. A 200 mL of 10% KOH in 50 % MeOH solution was added  to each due to the 1:100 w/v ratio. The samples were placed on a stir plate at room temper‐ ature until the entire content was completely digested for approximately 48 h. Next, the  solution was vacuum filtrated (5 μm pore size and 47 mm cellulose nitrate filter) to re‐ trieve the microplastics. The filter paper would dry overnight on a watch glass before the  examination.  2.3. Characterization of Microplastics  Characterizing MPs is a challenging task. Several analysis approaches must be used  depending on the size of the MP (Figure 1). Therefore, we combined several analytical  methods for the identification, including simple visual inspection, vibration spectroscopy,  mass spectroscopy, and X‐ray photoelectron spectroscopy [34].  Figure 1. Summary of MP analysis techniques. “Adapted with permission from Ref. [34]. 2020,  CRC Press.  Nile red (NR) is a hydrophobic, metachromatic, and photochemically stable dye. Its  staining is a simple‐to‐use approach for analyzing a wide spectrum of microplastics [35].  Nile red was (10 mg/L in acetone) sprayed (6–8 times) on each filter paper until the con‐ tents were completely covered. The samples were observed under a handheld UV light  (365 nm). The fluoresced particles were counted along with their fluorescence color and  shape. The functional groups were examined using FT‐IR for the larger particles and then  compared to standards. To further classify the plastics, a density separation tube was used  to find the density range of larger plastic fragments (Figure 2). The solutions used in the  separation were methanol, Milli‐Q water, NaCl, ZnCl2, and Na O W .  ଺ ଷଽ ଵଶ   Analytica 2023, 4  16  Figure 2. An example density separation tube with polystyrene, polyurethane, polyethylene tereph‐ thalate, and polypropylene.  2.4. Plastic Confirmation  Pyrolysis gas chromatography mass spectrometry (Pyro‐GC‐MS), X‐ray photo elec‐ tron spectroscopy (XPS), and Raman spectroscopy were used to identify plastic‐like par‐ ticles that are challenging to identify using microscopy. The pyro‐GC‐MS oven was held  at 40 °C for 4 min and then ramped to 280 °C at a rate of 5 °C/min. The injection tempera‐ ture was 280 °C, split ratio = 5:1, carrier gas = He, transfer temp = 223 °C, source temp =  250 °C, and the mass scan was performed in the 30–550 Da range using a 30.0 m × 320 μm  column. The X‐ray photoelectron spectroscopy (XPS) measurements were conducted with  a Thermo Scientific K‐Alpha XPS system equipped with a monochromatic X‐ray source at  1486.6 eV, corresponding to the Al Kα line, with a spot size of 400 μm. The photoelectrons  were collected from 90° takeoff angles relative to the overall sample’s fractal particle sur‐ face and measured in the constant analyzer energy mode. Low resolution survey (LR) and  high resolution (HR) core level spectra were extracted at 200 eV and 40 eV pass energies,  respectively. The XPS data were deconvoluted and analyzed using “Avantage v5.932”  software. The Raman spectroscopy was performed with an initial beam, with a center  wavelength  of  1035 nm,  produced  from  an  ytterbium‐doped  amplified  fs  fiber  laser  (MXR‐Clark) with an average power of 10 W at a 1 MHz repetition rate.  2.5. PFAS Analysis  The digests from the plastic extraction were heated at 70 °C for 2 h to boil off the  methanol. The aqueous solution was passed through weak anionic exchange [polystyrene  divinylbenzene (PSDVB)] solid phase extraction (SPE) WAX (diamino) cartridges. Then,  the PFAS were stripped with methanol 10 mL. Then, the final volume was reduced to 2  mL using a nitrogen evaporator and transferred to polypropylene liquid chromatography  vials. The EPA method 573.1 was used with some modifications employing a Dionex Ul‐ timate 3000 U‐HPLC equipped with a Bruker microTOF‐QII ESI mass spectrometer [36].  Ammonium acetate (5 mM) (A) and ammonium acetate (5 mM) in 95 % methanol (B) were  used in the mobile phase. An Agilent InfinityLab Poroshell 120 EC‐C18, 2.1 × 100 mm, 2.7  μm, narrow bore C18 LC column was used. A 10% B flow held for 0.5 min, linearly in‐ creased to 30% within 2 min, 95% within 14 min, and then held until 14.5 min (and 6 min  post time) as the program gradient was used. A 0.4 μL/min flow was used with an injec‐ tion volume of 25 μL. The negative ion mode was used for mass detection. The extracted    Analytica 2023, 4  17  ion  chromatograms  were  recorded (PFOS—498.9  m/Z  and PFOA—368.9  m/Z) and the  peaks  were  integrated  using  HyStar  software  to  construct  the  calibration  curves.  The  method’s detection limit (LOD) was ~7 ng/L and ~10 ng/L for PFOS and PFOA, respec‐ tively. The IRRM‐427 pike‒perch fish certified reference material (CRM) (PFOS = 16.0 ±  1.7 ng/g) was used to validate the digestion, extraction, pre‐concentration, and analysis  method.  2.6. Quality Control  To ensure that no airborne plastic contamination occurred, blank filter papers were  exposed to the open air in the laboratory while filtering digestive fluids. The presence of  microplastics was evaluated by first filtering 1 L of tap water following the same process  as with the samples and the procedural blanks. Next, KOH solutions were prepared with  Milli‐Q  water  and  filtered  before  the  addition  of  chromatography‐grade  methanol  for  sample digestion. The samples were handled and kept in glass only. Throughout the pro‐ cedure, single‐use gowns were worn on top of white cotton laboratory coats and blue ni‐ trile gloves, following health and safety regulations. The ATR diamond and its base were  thoroughly cleaned with acetone before and after the procedure, between every sample,  and between measurements of the same sample. Prior to every sample scan, the spectrom‐ eter scanned the background 8 times. Fluoropolymer‐free LC‐MS/MS plumbing (PEEK),  PFAS‐free chromatography solvents, and a delay column were used in the PFAS analysis  to prevent contamination. Scheme 1 shows a summary of the workflow for MP and PFAS  extraction and analysis.  Scheme 1. Summary of the workflow.  3. Results  3.1. Digestion Optimization  Figures 3 and 4 display the FTIR spectra obtained for standard plastics and the spec‐ tra obtained after mixing them with the digestion solutions. The criteria for selecting the  digestion mixture were the absence of new peaks or no significant peak shifts; 10% KOH    Analytica 2023, 4  18  in 50% MeOH was chosen for digesting the tissues as no or minimal spectral changes were  observed compared to the neat IR spectra. A new broad peak developed in the 3300–3600  −1 cm  region after PA, PET, PU, PVA, and PVC (versus their standards) (Figure 3 and 4)  were  exposed  to  5%–30%  H2O2,  HCl,  and  KOH.  This  may  be  because  amide  or  ester  groups  were  hydrolyzed  to  carboxylic ‐OH  and  amine  (‐NH2)  moieties.  Broadness  in‐ creased with increasing solution strength from 5% to 30% indicating further hydrolysis,  hence the degradation of plastic polymers and revealing more ‐OH groups. PE, PP, and  PS did not display this change due to the absence of hydrolyzable groups.  The 10% KOH in the 50% MeOH mixture appears relatively inert for plastics and  selective for the tissue material. Several studies reported using 10% KOH for plastic ex‐ traction from dolphin tissues [37,38]. Our digesting process aimed to extract both MPs and  PFAS simultaneously. This combination was chosen because PFAS are highly soluble in  mixture showed very low turbidity, which suggests that  methanol [39]. Furthermore, this  the digestion is complete.  Figure  3.  FT−IR  spectra  for  polyamide,  polyethylene,  polyethylene  terephthalate,  and  poly‐ propy−ene in each concentration of KOH, HCl, H2O2, and KOH in MeOH.    Analytica 2023, 4  19  Figure 4. FT−IR spectra for polystyrene, polyurethane, polyvinyl alcohol, and polyvinyl chloride in  each concentration of KOH, HCl, H2O2, and KOH in MeOH.  3.2. Characterization of Microplastics  Two large fragments of plastics were found in the sea turtle’s intestinal sample. Their  images and characteristics are provided below (Figure 5).    Analytica 2023, 4  20  Figure 5. Large MPs extracted from (a,b) sea turtle intestines, FT–IR spectra for (c) PE/colorless, (d)  PVA/colored plastic, and (e,f) Low resolution survey XPS spectra.  Low‐density PE has a density range of 0.91–0.94 g/mL and high‐density PE ranges  from 0.93 to 0.97 g/mL [5]. Since the transparent plastic piece floated on the water layer  but sunk in the methanol, the density is consistent with that of polyethylene. The colored  plastic floated on the NaCl layer (1.00–1.42 g/mL), which matched the density of PVA, is  1.19 g/mL [40]. The FT‐IR spectra for both plastics were compared with the standard PE  and PVA spectra and matched with minor differences. This could be due to potential plas‐ tic degradation by the stomach enzymes, which could add or remove original functional  groups, thereby altering IR adsorption [41]. Further, the XPS survey spectra elemental  percentages suggest that PE and PVA are the predominant plastics.  The Nile red positive microplastic results were found in the majority of tissue sam‐ ples (Figure 6). In some of the samples, the microplastics were aggregated and caused it  to  be  difficult  to  numerically  differentiate,  which  is  noted  by  “TMTC”  (Too  Many  To  Count) (See supporting material Table S1). The color that is noted is the color in which the  microplastics fluoresced. Nile red allows microplastics to be easily visualized in the sam‐ ples; however, it will only fluoresce PE, PP, PS, PC, PUR, and PEVA [35]. Thus, more mi‐ croplastics that do not fluoresce may be present than those seen by the UV light alone. In  addition, many samples had too many microplastics to define numerically; thus, when  leading to the total per sample, a “>” is used to denote the possibility of more than is  visibly seen. Nile red testing may be prone to false positives due to biofilm coatings on  undigested bones and trace tissues [42]. No accurate characteristics besides number and  fluorescence color could be retrieved for the smaller microplastics (Figure 6). They were  too small to measure the length and weight when placed in the density separation tube or  with IR.    Analytica 2023, 4  21  Figure 6. (a–d) Example images of Nile red‐stained MPs to fluoresce under UV light.  The pyrolysis‐GC‐MS results for two dolphin stomach contents depict a match based  on mass spectrums between acetamide at a retention time of 7.307 min (Figure 7a) and  pyrrole at 6.787 min (Figure 7b) for some residues scrapped from the filter papers. These  two chemicals are widely used as plasticizers, suggesting the potential presence of micro‐ plastics in the tested samples [43]. The ideal pyrolysis conditions for pyro‐GC/MS research  should  also  be  established  because  the  thermally  degraded  plastic  products  vary  depending on the pyrolysis temperature. The data processing stage requires time because  pyro‐GC/MS results are currently manually interpreted. Therefore, polymer identification  and quantification automation is a viable area for further research [44].    Analytica 2023, 4  22  Figure 7. Pyro‐GC data for selected plastic samples (a) S3 (acetamide) and (b) S13 (pyrrole).  A selected plastic sample was subjected to Raman spectroscopy analysis. The sample  contained peaks that matched PS and PMA (Figure 8). The extent of the biofilm coating  [42] on the plastic and particle size broadened the Raman signal, causing it to be challeng‐ ing to match standards.  Figure 8. Raman spectroscopy data for a selected plastic sample.    Analytica 2023, 4  23  Due to the limited number of samples available, no statistical interpretation was per‐ formed. However, a summary of plastics detected is presented in Table 1. It should be  noted that the physical characteristics of the animals (such as age, sex, body size, and rea‐ son for death), as well as various microplastic extraction techniques, sample organs, feed‐ ing patterns, and habitats, may all significantly contribute to this diversity in microplastic  abundance [38].  Table 1. The total amount of microplastics per sample type.  Total Number of  Tissue Sample (Number Ana‐ Number of Large  Confirmed by   Microplastics  Positive for PFOS   lyzed)  Plastics   Pryo‐GC   (Nile Red)  Dolphin Stomach Contents (10)  >104  0  3  2  Sea Turtle Stomach Contents  >60  2  0  0  (10)  Dolphin Intestinal Contents (10)  >134  0  0  0  Sea Turtle Intestinal Contents  >136  0  0  0  (10)  3.3. PFAS Analysis  For an analytical procedure to be employed, the recovery percentages should typi‐ cally be in the 85–115% range. The pike‒perch CRM provided 98.6% recovery for PFOS,  indicating that the PFOS extraction method is satisfactory and analytically acceptable. The  PFOS, PFOA, and GenX contents were below the detection limits (7–10 ng/L) of most sam‐ ples tested. Only three dolphin samples were positive for the presence of PFOS (Figure 9)  and they were in the from 95 to 1934.6 μg/kg range. High exposure levels of PFASs in  Indo‐Pacific humpback dolphins (liver content) from the PRE, China, were observed [45].  The source of the PFAS in these animals is unknown. However, microplastics are well  known  for the vector transport  of hydrophobic organic contaminants, including PFAS  [46].  Figure 9. (a) PFOS calibration curve in MeOH and (b) PFOS contents detected in dolphin stomach  contents.  4. Conclusions  An efficient and robust analytical method was developed, optimized, and validated  to co‐extract and analyze MPs and PFAS from dolphin, sea turtle stomachs, and intestines.  This study documented the first description of stomach and intestine MPs and PFOS in  bottlenose dolphins and sea turtles from the Mississippi Gulf coast. We also presented a    Analytica 2023, 4  24  systematic  workflow  to  identify  microplastics  using various analytical techniques.  Ac‐ cording to our preliminary findings, bottlenose dolphins, ordinary coastal residents who  spend the entire year in the gulf, could be used as a bioindicator to track microplastic  contamination. Future research is necessary to properly understand the health effects of  microplastics on this endangered species of cetacean, given the high rates of microplastic  ingestion and the high microplastics found in these animals. These findings illustrate that  animals at the top of the food chain are consuming plastics or microplastics either directly  or indirectly from lower trophic level species. It would also be essential to identify chem‐ icals that microplastics absorb and bioaccumulate in the body and understand the organs  or body systems affected. Future research will concentrate more on statistically examining  the amount of plastic dependent on animal age, sex, weight, and other bodily sections  (liver and kidney tissues, etc.). Additionally of interest will be the adsorption of PFAS,  pesticides, and other emerging contaminants onto microplastics and both targeted and  nontargeted analysis of a broad spectrum of PFAS (long chain, short chain, and oxygen‐ ated).  Supplementary  Materials:  The  following  supporting  information  can  be  downloaded  at:  https://www.mdpi.com/article/10.3390/analytica4010003/s1, Table S1: The characteristics of micro‐ plastics found in each sample, where DS stands for dolphin stomach, DI stands for dolphin intestine,  STS stands for sea turtle stomach, and STI stands for sea turtle intestine.  Author Contributions: Conceptualization, C.M.N., P.M.R., S.R.G. and T.E.M.; methodology, C.M.N  and P.M.R.; software, C.M.N., G.A. and E.B.H.; validation, D.M. (Debra Moore); formal analysis,  F.P., G.A., E.B.H., and I.E.; investigation, C.M.N., H.P., P.M.R., B.A., C.M., H.R., N.H., K.L., K.R. and  M.H.; resources, S.S. and R.V.K.G.T.; writing—original draft preparation, C.M.N. and C.M.; writ‐ ing—review and editing, C.M.N. and C.M.; visualization, D.M (Dinesh Mohan); supervision, A.B.,  D.M. (Debra Moore), S.R., M.L. and T.E.M.; project administration, A.B., D.M., S.R., M.L. and T.E.M.;  funding acquisition, A.B., D.M. (Debra Moore), S.R., M.L. and T.E.M. All authors have read and  agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This research was funded by Mississippi Department of Marine Resources (Gulf of Mexico  Energy Security Act) and National Institute of Health 5T35OD010432.  Data Availability Statement:  The data presented in this study are available on request from the  corresponding author.  Conflicts of Interest: The authors declare no conflict of interest.  References  1. Lebreton, L.; Andrady, A. Future scenarios of global plastic waste generation and disposal. Palgrave Commun. 2019, 5, 1–11.  2. Enfrin, M.; Dumée, L.F.; Lee, J. Nano/microplastics in water and wastewater treatment processes–origin, impact and potential  solutions. Water Res. 2019, 161, 621–638.  3. Prinz, N.; Korez, Š. Understanding how microplastics affect marine biota on the cellular level is important for assessing ecosys‐ tem function: A review. YOUMARES 9‐Ocean. Our Res. Our Future 2020, 101–120.  4. Zarfl, C.; Matthies, M. Are marine plastic particles transport vectors for organic pollutants to the Arctic? Mar. Pollut. Bull. 2010,  60, 1810–1814.  5. Geyer, R.; Jambeck, J.R.; Law, K.L. Production, use, and fate of all plastics ever made. Sci. Adv. 2017, 3, e1700782.  6. Cressey, D. The plastic ocean. Nature 2016, 536, 263–265.  7. Avio, C.G.; Gorbi, S.; Regoli, F. Experimental development of a new protocol for extraction and characterization of microplastics  in fish tissues: First observations in commercial species from Adriatic Sea. Mar. Environ. Res. 2015, 111, 18–26.  8. Lusher, A.L.; Hernandez‐Milian, G.; O’Brien, J.; Berrow, S.; O’Connor, I.; Officer, R. Microplastic and macroplastic ingestion by  a deep diving, oceanic cetacean: The True’s beaked whale Mesoplodon mirus. Environ. Pollut. 2015, 199, 185–191.  9. Mathalon, A.; Hill, P. Microplastic fibers in the intertidal ecosystem surrounding Halifax Harbor, Nova Scotia. Mar. Pollut. Bull.  2014, 81, 69–79.  10. Gouin, T.; Roche, N.; Lohmann, R.; Hodges, G. A thermodynamic approach for assessing the environmental exposure of chem‐ icals absorbed to microplastic. Environ. Sci. Technol. 2011, 45, 1466–1472.  11. Guzzetti, E.; Sureda, A.; Tejada, S.; Faggio, C. Microplastic in marine organism: Environmental and toxicological effects. Environ.  Toxicol. Pharmacol. 2018, 64, 164–171.  12. Madhav, N.V.; Gopinath, K.P.; Krishnan, A.; Rajendran, N.; Krishnan, A. A critical review on various trophic transfer routes of  microplastics in the context of the Indian coastal ecosystem. Watershed Ecol. Environ. 2020, 2, 25–41.    Analytica 2023, 4  25  13. Schymanski, D.; Goldbeck, C.; Humpf, H.U.; Fürst, P. Analysis of microplastics in water by micro‐Raman spectroscopy: Release  of plastic particles from different packaging into mineral water. Water Res. 2018, 129, 154–162.  14. Lima, A.; Costa, M.; Barletta, M. Distribution patterns of microplastics within the plankton of a tropical estuary. Environ. Res.  2014, 132, 146–155.  15. Messinetti, S.; Mercurio, S.; Parolini, M.; Sugni, M.; Pennati, R. Effects of polystyrene microplastics on early stages of two marine  invertebrates with different feeding strategies. Environ. Pollut. 2018, 237, 1080–1087.  16. Devriese, L.I.; Van der Meulen, M.D.; Maes, T.; Bekaert, K.; Paul‐Pont, I.; Frère, L.; Robbens, J.; Vethaak, A.D. Microplastic  contamination in brown shrimp (Crangon crangon, Linnaeus 1758) from coastal waters of the Southern North Sea and Channel  area. Mar. Pollut. Bull. 2015, 98, 179–187.   Y. Effects of microplastics on the innate immunity and intestinal  17. Liu, Z.; Yu, P.; Cai, M.; Wu, D.; Zhang, M.; Chen, M.; Zhao, microflora of juvenile Eriocheir sinensis. Sci. Total Environ. 2019, 685, 836–846.  18. Zhu, J.; Yu, X.; Zhang, Q.; Li, Y.; Tan, S.; Li, D.; Yang, Z.; Wang, J. Cetaceans and microplastics: First report of microplastic  ingestion by a coastal delphinid, Sousa chinensis. Sci. Total Environ. 2019, 659, 649–654.  19. Caron, A.; Thomas, C.; Ariel, E.; Berry, K.; Boyle, S.; Motti, C.; Brodie, J. Extraction and identification of microplastics from sea  turtles: Method development and preliminary results. Cent. Trop. Water Aquat. Ecosyst. Res. (Trop‐WATER). Publ. 2016, 15, 52.  20. Caron, A.G.; Thomas, C.R.; Berry, K.L.; Motti, C.A.; Ariel, E.; Brodie, J.E. Ingestion of microplastic debris by green sea turtles  (Chelonia mydas) in the Great Barrier Reef: Validation of a sequential extraction protocol. Mar. Pollut. Bull. 2018, 127, 743–751.  21. Duncan, E.M.; Broderick, A.C.; Fuller, W.J.; Galloway, T.S.; Godfrey, M.H.; Hamann, M.; Limpus, C.J.; Lindeque, P.K.; Mayes,  A.G.; Omeyer, L.C. Microplastic ingestion ubiquitous in marine turtles. Glob. Change Biol. 2019, 25, 744–752.  22. Besseling, E.; Foekema, E.; Van Franeker, J.; Leopold, M.; Kühn, S.; Rebolledo, E.B.; Heße, E.; Mielke, L.; IJzer, J.; Kamminga, P.  Microplastic in a macro filter feeder: Humpback whale Megaptera novaeangliae. Mar. Pollut. Bull. 2015, 95, 248–252.  23. Rodrigues,  J.P.;  Duarte,  A.C.;  Santos‐Echeandía,  J.;  Rocha‐Santos,  T.  Significance  of  interactions  between  microplastics  and  POPs in the marine environment: A critical overview. TrAC Trends Anal. Chem. 2019, 111, 252–260.  24. Giesy, J.P.; Kannan, K. Peer Reviewed: Perfluorochemical Surfactants in the Environment; ACS Publications: Washington, DC, USA,  2002.  25. Begley, T.; White, K.; Honigfort, P.; Twaroski, M.; Neches, R.; Walker, R. Perfluorochemicals: Potential sources of and migration  from food packaging. Food Addit. Contam. 2005, 22, 1023–1031.  26. Jovicic, V.; Khan, M.J.; Zbogar‐Rasic, A.; Fedorova, N.; Poser, A.; Swoboda, P.; Delgado, A. Degradation of low concentrated  perfluorinated compounds (PFCS) from water samples using non‐thermal atmospheric plasma (NTAP). Energies 2018, 11, 1290.  27. Sunderland, E.M.; Hu, X.C.; Dassuncao, C.; Tokranov, A.K.; Wagner, C.C.; Allen, J.G. A review of the pathways of human  exposure to poly‐and perfluoroalkyl substances (PFASs) and present understanding of health effects. J. Expo. Sci. Environ. Epi‐ demiol. 2019, 29, 131–147.  28. Savitz, D.A.; Stein, C.R.; Bartell, S.M.; Elston, B.; Gong, J.; Shin, H.M.; Wellenius, G.A. Perfluorooctanoic acid exposure and  pregnancy outcome in a highly exposed community. Epidemiology 2012, 23, 386.  29. Stahl, T.; Mattern, D.; Brunn, H. Toxicology of perfluorinated compounds. Environ. Sci. Eur. 2011, 23, 38.  30. Houde, M.; Wells, R.S.; Fair, P.A.; Bossart, G.D.; Hohn, A.A.; Rowles, T.K.; Sweeney, J.C.; Solomon, K.R.; Muir, D.C. Polyfluoro‐ alkyl compounds in free‐ranging bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) from the Gulf of Mexico and the Atlantic Ocean. En‐ viron. Sci. Technol. 2005, 39, 6591–6598.  31. Sciancalepore, G.; Pietroluongo, G.; Centelleghe, C.; Milan, M.; Bonato, M.; Corazzola, G.; Mazzariol, S. Evaluation of per‐and  poly‐fluorinated alkyl substances (PFAS) in livers of bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) found stranded along the northern  Adriatic Sea. Environ. Pollut. 2021, 291, 118186.  32. Stockin, K.; Yi, S.; Northcott, G.; Betty, E.; Machovsky‐Capuska, G.; Jones, B.; Perrott, M.; Law, R.; Rumsby, A.; Thelen, M. Per‐ and polyfluoroalkyl substances (PFAS), trace elements and life history parameters of mass‐stranded common dolphins (Delphi‐ nus delphis) in New Zealand. Mar. Pollut. Bull. 2021, 173, 112896.  33. Catarino, A.I.; Thompson, R.; Sanderson, W.; Henry, T.B. Development and optimization of a standard method for extraction  of microplastics in mussels by enzyme digestion of soft tissues. Environ. Toxicol. Chem. 2017, 36, 947–951.  34. Welikala, U.; Navarathna, C.M.; Nawalage, S.; Sarkar, B.; Mlsna, T.E.; Gunatilake, S.R. Analytical Methods for Particulate Plas‐ tics in Soil and Water. In Particulate Plastics in Terrestrial and Aquatic Environments; CRC Press: Boca Raton, FL, USA, 2020; pp.  51–81.  35. Shruti, V.; Pérez‐Guevara, F.; Roy, P.D.; Kutralam‐Muniasamy, G. Analyzing microplastics with Nile Red: Emerging trends,  challenges, and prospects. J. Hazard. Mater. 2022, 423, 127171.  36. Shoemaker, J. Method 537. Determination of selected perfluorinated alkyl acids in drinking water by solid phase extraction and  liquid  chromatography/tandem  mass  spectrometry  (LC/MS/MS).  2009.  Available  online:  https://www.google.com.hk/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=&ved=2ahUKEwjmvcL8jcv8AhXUxTgGHZ2UD‐ CoQFnoECBYQAQ&url=https%3A%2F%2Fcfpub.epa.gov%2Fsi%2Fsi_public_record_re‐ port.cfm%3FLab%3DNERL%26direntryid%3D198984&usg=AOvVaw21HPx0cUUkWRSHCGhQeBTh  (accessed  on  3  January  2023).  37. Novillo, O.; Raga, J.; Tomás, J. Evaluating the presence of microplastics in striped dolphins (Stenella coeruleoalba) stranded in  the Western Mediterranean Sea. Mar. Pollut. Bull. 2020, 160, 111557.    Analytica 2023, 4  26  38. Battaglia,  F.;  Beckingham,  B.;  McFee,  W.  First  report  from  North  America  of  microplastics  in  the  gastrointestinal  tract  of  stranded bottlenose dolphins (Tursiops truncatus). Mar. Pollut. Bull. 2020, 160, 111677.  39. Rodgers, K.M.; Swartz, C.H.; Occhialini, J.; Bassignani, P.; McCurdy, M.; Schaider, L.A. How Well Do Product Labels Indicate  the Presence of PFAS in Consumer Items Used by Children and Adolescents? Environ. Sci. Technol. 2022, 56, 6294–6304.  40. Aslam, M.; Kalyar, M.A.; Raza, Z.A. Polyvinyl alcohol: A review of research status and use of polyvinyl alcohol based nano‐ composites. Polym. Eng. Sci. 2018, 58, 2119–2132.  41. Müller, C.; Townsend, K.; Matschullat, J. Experimental degradation of polymer shopping bags (standard and degradable plas‐ tic, and biodegradable) in the gastrointestinal fluids of sea turtles. Sci. Total Environ. 2012, 416, 464–467.  42. Andrews, J.S.; Rolfe, S.A.; Huang, W.E.; Scholes, J.D.; Banwart, S.A. Biofilm formation in environmental bacteria is influenced   different macromolecules depending on genus and species. Environ. Microbiol. 2010, 12, 2496–2507.  by 43. Liu, D.; Zhang, L. Structure and properties of soy protein plastics plasticized with acetamide. Macromol. Mater. Eng. 2006, 291,  820–828.  44. Jung, S.; Cho, S.H.; Kim, K.H.; Kwon, E.E. Progress in quantitative analysis of microplastics in the environment: A review. Chem.  Eng. J. 2021, 422, 130154.  45. Gui, D.; Zhang, M.; Zhang, T.; Zhang, B.; Lin, W.; Sun, X.; Yu, X.; Liu, W.; Wu, Y. Bioaccumulation behavior and spatiotemporal  trends of per‐and polyfluoroalkyl substances in Indo‐Pacific humpback dolphins from the Pearl River Estuary, China. Sci. Total  Environ. 2019, 658, 1029–1038.  46. Scott, J.W.; Gunderson, K.G.; Green, L.A.; Rediske, R.R.; Steinman, A.D. Perfluoroalkylated substances (Pfas) associated with  microplastics in a lake environment. Toxics 2021, 9, 106.  Disclaimer/Publisher’s Note: The statements, opinions and data contained in all publications are solely those of the individual au‐ thor(s) and contributor(s) and not of MDPI and/or the editor(s). MDPI and/or the editor(s) disclaim responsibility for any injury to  people or property resulting from any ideas, methods, instructions or products referred to in the content.  http://www.deepdyve.com/assets/images/DeepDyve-Logo-lg.png Analytica Multidisciplinary Digital Publishing Institute

Microplastics and Per- and Polyfluoroalkyl Substances (PFAS) Analysis in Sea Turtles and Bottlenose Dolphins along Mississippi&rsquo;s Coast

Download PDF
15 pages

Loading next page...
 
/lp/multidisciplinary-digital-publishing-institute/microplastics-and-per-and-polyfluoroalkyl-substances-pfas-analysis-in-stlYR6DyV0
Publisher
Multidisciplinary Digital Publishing Institute
Copyright
© 1996-2023 MDPI (Basel, Switzerland) unless otherwise stated Disclaimer Disclaimer/Publisher’s Note: The statements, opinions and data contained in all publications are solely those of the individual author(s) and contributor(s) and not of MDPI and/or the editor(s). MDPI and/or the editor(s) disclaim responsibility for any injury to people or property resulting from any ideas, methods, instructions or products referred to in the content. Terms and Conditions Privacy Policy
ISSN
2673-4532
DOI
10.3390/analytica4010003
Publisher site
See Article on Publisher Site

Abstract

Article  Microplastics and Per‐ and Polyfluoroalkyl Substances (PFAS)  Analysis in Sea Turtles and Bottlenose Dolphins along   Mississippi’s Coast  1,† 2,† 1,† 1 1 Chanaka M. Navarathna  , Hannah Pray  , Prashan M. Rodrigo  , Beatrice Arwenyo  , Cassidy McNeely  ,   1 3 1 1 1 1 Henry Reynolds  , Natalie Hampton  , Katherine Lape  , Katie Roman  , Maddie Heath  , Sean Stokes  ,   4 5 6 7 8 Sameera R. Gunatilake  , Gombojav Ariunbold  , Felio Perez  , Rooban V. K. G. Thirumalai  , EI Barbary Hassan  ,  8,9 10 11,12 2,13 2,13 13,14 Islam Elsayed  , Dinesh Mohan  , Ashli Brown  , Debra Moore  , Stephen Reichley  , Mark Lawrence     1, and Todd E. Mlsna  *    Department of Chemistry, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA    Department of Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine, Mississippi State University,   Starkville, MS 39762, USA    Department of Biological Sciences, Tougaloo College, Tougaloo, MS 39174, USA    College of Chemical Sciences, Institute of Chemistry Ceylon, Rajagiriya, CO 10100, Sri Lanka    Department of Physics and Astronomy, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA    Material Science Lab, Integrated Microscopy Center, University of Memphis, Memphis, TN 38152, USA  7 2   Institute of Imaging and Analytic Technology (I AT), Mississippi State University,   Starkville, MS 39762, USA    Department of Sustainable Bioproducts, Mississippi State University, Box 9820, Starkville, MS 39762, USA    Department of Chemistry, Faculty of Science, Damietta University,   New Damietta 34517, Damietta Governorate, Egypt    School of Environmental Sciences, Jawaharlal Nehru University, New Delhi 110067, India    Department of Biochemistry, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA  Citation: Navarathna, C.M.; Pray,    Mississippi State Chemical Laboratory, Mississippi State University, Starkville, MS 39762, USA  H.; Rodrigo, P.M.; Arwenyo, B.;  13   Global Center for Aquatic Health and Food Security, Mississippi State University,   McNeely, C.; Reynolds, H.;   Starkville, MS 39762, USA  Hampton, N.; Lape, K.; Roman, K.;    Comparative Biomedical Sciences, College of Veterinary Medicine, Mississippi State University,   Heath, M.; et al. Microplastics and  Starkville, MS 39762, USA  *  Correspondence: tmlsna@chemistry.msstate.edu; Tel.: +662‐325‐6744; Fax: +662‐325‐1618  Per‐ and Polyfluoroalkyl Substances    These authors contributed equally to this work.  (PFAS) Analysis in Sea Turtles and  Bottlenose Dolphins along   Abstract: Global plastic production and usage has increased annually for decades and microplastic  Mississippi’s Coast. Analytica 2023,  pollutants (≤5 mm) are a growing concern. Microplastics in surface waters can adsorb and desorb  4, 12–26. https://doi.org/10.3390/  analytica4010003  harmful chemicals such as per‐ and polyfluoroalkyl substances (PFAS). Microplastics can accumu‐ late across all tropic levels in the marine food web. The purpose of this research was to analyze the  Academic Editor: Marcello Locatelli  stomach and intestinal contents of stranded (Mississippi coast) bottlenose dolphins and sea turtles  Received: 20 October 2022  for the presence of microplastics and commonly found PFAS, PFOS, PFOA, and GenX. Gut contents  Revised: 30 December 2022  were digested (10% KOH in 50% MeOH) and then analyzed for microplastics using pyrolysis gas  Accepted: 4 January 2023  chromatography‐mass  spectrometry  (Pyro‐GC‐MS),  Nile  red  microscopy,  X‐ray  photo  electron  Published: 18 January 2023  spectroscopy (XPS), and Raman spectroscopy. Digested sample filtrate was pre‐concentrated using  solid‐phase extraction (SPE) before PFAS liquid chromatography‐tandem mass spectrometry (LC‐ MS/MS) analysis. The PFOS extraction and analysis had 98.6% recovery when validated with certi‐ Copyright:  ©  2023  by  the  authors.  fied pike‒perch fish reference material. The Nile red testing on most samples revealed the presence  Licensee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  of microplastics (Table S1). The Pyro‐GC‐MS results from two samples confirmed the presence of  This article  is an open access article  the plasticizer acetamide. The Raman spectroscopy analysis indicated characteristic plastic peaks  distributed  under  the  terms  and  corresponding to polystyrene in one sample. PFOS (95.5 to 1,934.5 μg/kg) was detected in three  conditions of the Creative Commons  dolphin stomach samples. This project is part of a long‐term study with the goal of a better under‐ Attribution  (CC  BY)  license  standing of microplastics and PFAS environmental contamination and their impact on bottlenose  (https://creativecommons.org/license dolphins and sea turtles.  s/by/4.0/).  Analytica 2023, 4, 12–26. https://doi.org/10.3390/analytica4010003  www.mdpi.com/journal/analytica  Analytica 2023, 4  13  Keywords: microplastics; dolphin; sea turtles; PFAS; PFOS; Pyro‐GC‐MS; analysis  1. Introduction  Plastic production is estimated to double over the next 20 years and almost quadru‐ ple by 2050 worldwide [1]. At present, it is estimated that 13 million tons of plastics pollute  the water each year [2]. The pollution may be linked to unsuccessful recycling, littering,  and even weather events that cause plastics to travel [3]. Plastic has become popular due  to its wide variability in usage. Plastic materials have allowed for energy conservation,  lower costs, mass production, and a variety of advances in society [4]. However, with the  qualities that cause plastic to be a desirable material, the harsh reality of its non‐biode‐ gradable properties arises [5]. This effect is the accumulation of plastics and microplastics  that will last hundreds of years in the world’s oceans. It is estimated that 50–80% of the  pollution that occurs within the oceans is due to plastics [6]. Although the properties do  not allow the complete disintegration of plastics over a short period, larger fragments can  be broken down into smaller microplastics based on their distinctive physical and chemi‐ cal characteristics and the environment [7].  The microplastic size on its longest side can be defined as <5 mm [8]. The category  can be further broken down into many shapes, including spheres, fibers, pellets, film, and  irregular  fragments  [9].  Primary  microplastics  originate  from  plastic‐producing  indus‐ tries, facial wash, soap, cosmetics additives, and waste. In contrast, secondary microplas‐ tics may originate from clothing materials [9] or have been broken off into larger pieces  by the mechanical and chemical stresses that fabrics undergo during a washing process  [7].  Microplastics are hazardous due to their small nature and their resemblance to food  causing animals to ingest them unknowingly or willingly [10]. Microplastics also have a  high surface area to volume ratio that allows for the potential of heavy metal and organic  pollutant absorption [11]. Fish often ingest microplastics containing toxic chemicals. Once  absorbed in the body, these toxins can cause several irreversible problems. Even without  chemicals, the physical properties of microplastics can block the intestinal tract and over‐ crowd the stomach [11]. This then leads to a lack of appetite in fish, which can ultimately  result in death due to starvation. These fish can be eaten by predators, which some believe  leads to a trophic transfer of microplastics [11,12]. The continuation of the microplastic  throughout different species is dangerous, as there is no way to filter them out of the  oceans due to the size of the particles [3]. Microplastics are slipping their way into the  environment, affecting not only ecosystems and animals but also, in the long run, humans  [13].  As  microplastics  are  an  emerging  area  of  study,  scientists  are  finding  increasing  amounts in various samples. Microplastics have been studied in the environment, with  scientists looking closely at sediments [11] and seawater [11] where organisms live to bet‐ ter  understand  plastics’  prevalence.  Smaller  organisms,  plankton  [14],  sea  vase  [15],  shrimp  [16],  and  crabs  [17]  have  also  been  tested  for  plastic  contamination.  Fish  from  around the world [7,17–26] are being used to learn how different fish are affected by mi‐ croplastics and if they have any trace of particulate matter. Larger animals, such as dol‐ phins [18], sea turtles [19–21], and whales [8,22], have also been investigated for micro‐ plastics.  MPs could conceal further dangers, such as their association with persistent organic  pollutants (POPs) such as PFAS, dioxane, pesticides, chloroethanes, etc. [23]. When POPs  are exposed repeatedly, they can accumulate in the environment in high quantities and  eventually leak into living things, affecting the function of their organs.  PFAS are a group of manmade chemicals [24]. They were first introduced in 1940  because they have excellent chemical and thermal resistant, hydrophobic, zwitterionic,  and surface‐active properties and hence are used in a wide variety of applications in the    Analytica 2023, 4  14  US  and  around  the  globe,  including  non‐stick,  stain‐resistant  coatings,  microwaveable  food packaging, firefighting foams, cosmetics, waterproof clothing, electronics, etc. [25].  Common PFASs are perfluorinated carboxylic acids (PFCAs), perfluorocarbon sulfonic  acids  (PFSAs),  perfluorooctanoic  acid  (PFOA),  and  perfluoro‐octane  sulfonate  (PFOS).  These compounds are highly persistent in the environment because of the stable C‒F back‐ bone. The high electronegativity of F‐atoms causes C‒F bond to be very short and strong.  The C‒F bond has bond energy between 485 kJ/mol and 585 kJ/mol [26]. At concentrations  as low as 70 ng/L levels, they cause deleterious effects, including development effects, cell  cycle alteration [3], infertility, and carcinogenicity [27–29]. Upon exposure to even low  ppm levels, they can bioaccumulate in the body for up to 9 years because of their high fat  solubility [27–29]. Alarmingly high PFAS concentrations have been found in various bot‐ tlenose dolphin organs/tissues. For example, Charleston bottlenose dolphin plasma con‐ tained 49‒1,171 ng/g PFOS [30]. Up to 62,973 ng/g PFOS were detected in the livers of  bottlenose dolphins stranded along the northern Adriatic Sea [31]. The total PFAS in 12  liver samples from New Zealand ranged from 11.3 to 110.4 ng/g (median = 34.1) [32].  The meticulous extraction of MPs without altering their chemistry or morphology by  optimizing the digestion process by utilizing different extraction solvents and co‐extrac‐ tion PFAS without losing the recovery has not yet been the subject of any research. This is  crucial to speed up many analyses, accurately analyze MPs, and track them to their source.  Hence, in this work, the stomach contents of bottlenose dolphins and Kemp’s ridley sea  turtles obtained from The Institute of Marine Mammal Studies (IMMS) in Gulfport, MS,  were used. The dolphins in the Northern Gulf of Mexico are top predators. The Kemp’s  ridley sea turtle is considered the world’s most critically endangered. The dietary contents  of dolphins sampled include a variety of digested fish and shrimp. At the same time, the  Kemp’s ridley sea turtle gut contained crabs, other crustaceans, and primarily fish (from  opportunistic feeding). The objectives of this study were to (i) optimize a complete diges‐ tion method without altering the plastic morphology and chemical texture, (ii) discover if  microplastics existed in the samples, and (iii) evaluate their characteristics such as size,  color, shape, and type of plastic, and (iv) to develop and optimize a method to pre‐con‐ centrate and analyze targeted PFAS (PFOS, PFOA, and GenX) in the stomach contents in  both dolphin and sea turtles.  2. Materials and Methods  All the plastic standards and chemicals were purchased from Sigma‐Aldrich unless  otherwise noted.  2.1. Digestion Optimization  To the best of our knowledge, no previous work has reported the systematic devel‐ opment of plastic extraction  protocols from stomach contents. Many studies have em‐ ployed different strengths of KOH, HCl, and H2O2 primarily to digest animal tissues but  they have paid little or no attention to the chemical interactions that can occur with poly‐ mers and cause their breakdown.  Careful plastic extraction without altering their chemistry and morphology is crucial.  Hence, we systematically investigated sample digestion and plastic extraction. For this  purpose, several standard plastics (polyethylene [PE], polystyrene [PS], polyvinyl alcohol  [PVA],  polyvinyl  chloride  [PVC],  polyamide  [PA],  polyurethane  [PU],  polypropylene  [PP], and polyethylene terephthalate [PET]) were immersed in different digestion solu‐ tions (% HCl, 4% HCl, 6% HCl, 8% HCl, 10% HCl, 5% KOH, 10% KOH, 15% KOH, 20%  KOH, 25% KOH, 5% H2O2, 10% H2O2, 15% H2O2, 20% H2O2, 25% H2O2, 30% H2O2, 5% KOH  in 50% MeOH, 10% KOH in 50% MeOH, 15% KOH in 50% MeOH, 20% KOH in 50%  MeOH, and 25% KOH in 50% MeOH) that are commonly used to digest animal tissues  [33]. Briefly, a 100 mg portion of each plastic was added into a test tube for each solution  and 10 mL of the solution was added in a 1:100 w/v ratio. After 24 h on the shaker, the  mixtures  were  vacuum  filtrated  using  a  glass  funnel  and  dried  on  a  watch  glass.  The    Analytica 2023, 4  15  Fourier‐transformed infra‐red (FT‐IR) spectra for each plastic before and after digestion  were recorded and compared. The peak shifts and the emergence of new peaks were in‐ dicators of the plastic chemistry or morphological changes.  2.2. Digestion of Tissues  The stomach and intestine samples for MP and PFAS analysis were excised from each  carcass using a stainless‐steel knife and placed in aluminum bags before storage at −20 °C.  The samples were thawed at 2–8 °C then allowed to warm to room temperature (25–30  °C). The gastrointestinal content of the dolphin and sea turtle stomachs and intestines  were labeled and each large sample was divided into 10 smaller sections. The smaller sec‐ tions were weighed to 2.00 g. A 200 mL of 10% KOH in 50 % MeOH solution was added  to each due to the 1:100 w/v ratio. The samples were placed on a stir plate at room temper‐ ature until the entire content was completely digested for approximately 48 h. Next, the  solution was vacuum filtrated (5 μm pore size and 47 mm cellulose nitrate filter) to re‐ trieve the microplastics. The filter paper would dry overnight on a watch glass before the  examination.  2.3. Characterization of Microplastics  Characterizing MPs is a challenging task. Several analysis approaches must be used  depending on the size of the MP (Figure 1). Therefore, we combined several analytical  methods for the identification, including simple visual inspection, vibration spectroscopy,  mass spectroscopy, and X‐ray photoelectron spectroscopy [34].  Figure 1. Summary of MP analysis techniques. “Adapted with permission from Ref. [34]. 2020,  CRC Press.  Nile red (NR) is a hydrophobic, metachromatic, and photochemically stable dye. Its  staining is a simple‐to‐use approach for analyzing a wide spectrum of microplastics [35].  Nile red was (10 mg/L in acetone) sprayed (6–8 times) on each filter paper until the con‐ tents were completely covered. The samples were observed under a handheld UV light  (365 nm). The fluoresced particles were counted along with their fluorescence color and  shape. The functional groups were examined using FT‐IR for the larger particles and then  compared to standards. To further classify the plastics, a density separation tube was used  to find the density range of larger plastic fragments (Figure 2). The solutions used in the  separation were methanol, Milli‐Q water, NaCl, ZnCl2, and Na O W .  ଺ ଷଽ ଵଶ   Analytica 2023, 4  16  Figure 2. An example density separation tube with polystyrene, polyurethane, polyethylene tereph‐ thalate, and polypropylene.  2.4. Plastic Confirmation  Pyrolysis gas chromatography mass spectrometry (Pyro‐GC‐MS), X‐ray photo elec‐ tron spectroscopy (XPS), and Raman spectroscopy were used to identify plastic‐like par‐ ticles that are challenging to identify using microscopy. The pyro‐GC‐MS oven was held  at 40 °C for 4 min and then ramped to 280 °C at a rate of 5 °C/min. The injection tempera‐ ture was 280 °C, split ratio = 5:1, carrier gas = He, transfer temp = 223 °C, source temp =  250 °C, and the mass scan was performed in the 30–550 Da range using a 30.0 m × 320 μm  column. The X‐ray photoelectron spectroscopy (XPS) measurements were conducted with  a Thermo Scientific K‐Alpha XPS system equipped with a monochromatic X‐ray source at  1486.6 eV, corresponding to the Al Kα line, with a spot size of 400 μm. The photoelectrons  were collected from 90° takeoff angles relative to the overall sample’s fractal particle sur‐ face and measured in the constant analyzer energy mode. Low resolution survey (LR) and  high resolution (HR) core level spectra were extracted at 200 eV and 40 eV pass energies,  respectively. The XPS data were deconvoluted and analyzed using “Avantage v5.932”  software. The Raman spectroscopy was performed with an initial beam, with a center  wavelength  of  1035 nm,  produced  from  an  ytterbium‐doped  amplified  fs  fiber  laser  (MXR‐Clark) with an average power of 10 W at a 1 MHz repetition rate.  2.5. PFAS Analysis  The digests from the plastic extraction were heated at 70 °C for 2 h to boil off the  methanol. The aqueous solution was passed through weak anionic exchange [polystyrene  divinylbenzene (PSDVB)] solid phase extraction (SPE) WAX (diamino) cartridges. Then,  the PFAS were stripped with methanol 10 mL. Then, the final volume was reduced to 2  mL using a nitrogen evaporator and transferred to polypropylene liquid chromatography  vials. The EPA method 573.1 was used with some modifications employing a Dionex Ul‐ timate 3000 U‐HPLC equipped with a Bruker microTOF‐QII ESI mass spectrometer [36].  Ammonium acetate (5 mM) (A) and ammonium acetate (5 mM) in 95 % methanol (B) were  used in the mobile phase. An Agilent InfinityLab Poroshell 120 EC‐C18, 2.1 × 100 mm, 2.7  μm, narrow bore C18 LC column was used. A 10% B flow held for 0.5 min, linearly in‐ creased to 30% within 2 min, 95% within 14 min, and then held until 14.5 min (and 6 min  post time) as the program gradient was used. A 0.4 μL/min flow was used with an injec‐ tion volume of 25 μL. The negative ion mode was used for mass detection. The extracted    Analytica 2023, 4  17  ion  chromatograms  were  recorded (PFOS—498.9  m/Z  and PFOA—368.9  m/Z) and the  peaks  were  integrated  using  HyStar  software  to  construct  the  calibration  curves.  The  method’s detection limit (LOD) was ~7 ng/L and ~10 ng/L for PFOS and PFOA, respec‐ tively. The IRRM‐427 pike‒perch fish certified reference material (CRM) (PFOS = 16.0 ±  1.7 ng/g) was used to validate the digestion, extraction, pre‐concentration, and analysis  method.  2.6. Quality Control  To ensure that no airborne plastic contamination occurred, blank filter papers were  exposed to the open air in the laboratory while filtering digestive fluids. The presence of  microplastics was evaluated by first filtering 1 L of tap water following the same process  as with the samples and the procedural blanks. Next, KOH solutions were prepared with  Milli‐Q  water  and  filtered  before  the  addition  of  chromatography‐grade  methanol  for  sample digestion. The samples were handled and kept in glass only. Throughout the pro‐ cedure, single‐use gowns were worn on top of white cotton laboratory coats and blue ni‐ trile gloves, following health and safety regulations. The ATR diamond and its base were  thoroughly cleaned with acetone before and after the procedure, between every sample,  and between measurements of the same sample. Prior to every sample scan, the spectrom‐ eter scanned the background 8 times. Fluoropolymer‐free LC‐MS/MS plumbing (PEEK),  PFAS‐free chromatography solvents, and a delay column were used in the PFAS analysis  to prevent contamination. Scheme 1 shows a summary of the workflow for MP and PFAS  extraction and analysis.  Scheme 1. Summary of the workflow.  3. Results  3.1. Digestion Optimization  Figures 3 and 4 display the FTIR spectra obtained for standard plastics and the spec‐ tra obtained after mixing them with the digestion solutions. The criteria for selecting the  digestion mixture were the absence of new peaks or no significant peak shifts; 10% KOH    Analytica 2023, 4  18  in 50% MeOH was chosen for digesting the tissues as no or minimal spectral changes were  observed compared to the neat IR spectra. A new broad peak developed in the 3300–3600  −1 cm  region after PA, PET, PU, PVA, and PVC (versus their standards) (Figure 3 and 4)  were  exposed  to  5%–30%  H2O2,  HCl,  and  KOH.  This  may  be  because  amide  or  ester  groups  were  hydrolyzed  to  carboxylic ‐OH  and  amine  (‐NH2)  moieties.  Broadness  in‐ creased with increasing solution strength from 5% to 30% indicating further hydrolysis,  hence the degradation of plastic polymers and revealing more ‐OH groups. PE, PP, and  PS did not display this change due to the absence of hydrolyzable groups.  The 10% KOH in the 50% MeOH mixture appears relatively inert for plastics and  selective for the tissue material. Several studies reported using 10% KOH for plastic ex‐ traction from dolphin tissues [37,38]. Our digesting process aimed to extract both MPs and  PFAS simultaneously. This combination was chosen because PFAS are highly soluble in  mixture showed very low turbidity, which suggests that  methanol [39]. Furthermore, this  the digestion is complete.  Figure  3.  FT−IR  spectra  for  polyamide,  polyethylene,  polyethylene  terephthalate,  and  poly‐ propy−ene in each concentration of KOH, HCl, H2O2, and KOH in MeOH.    Analytica 2023, 4  19  Figure 4. FT−IR spectra for polystyrene, polyurethane, polyvinyl alcohol, and polyvinyl chloride in  each concentration of KOH, HCl, H2O2, and KOH in MeOH.  3.2. Characterization of Microplastics  Two large fragments of plastics were found in the sea turtle’s intestinal sample. Their  images and characteristics are provided below (Figure 5).    Analytica 2023, 4  20  Figure 5. Large MPs extracted from (a,b) sea turtle intestines, FT–IR spectra for (c) PE/colorless, (d)  PVA/colored plastic, and (e,f) Low resolution survey XPS spectra.  Low‐density PE has a density range of 0.91–0.94 g/mL and high‐density PE ranges  from 0.93 to 0.97 g/mL [5]. Since the transparent plastic piece floated on the water layer  but sunk in the methanol, the density is consistent with that of polyethylene. The colored  plastic floated on the NaCl layer (1.00–1.42 g/mL), which matched the density of PVA, is  1.19 g/mL [40]. The FT‐IR spectra for both plastics were compared with the standard PE  and PVA spectra and matched with minor differences. This could be due to potential plas‐ tic degradation by the stomach enzymes, which could add or remove original functional  groups, thereby altering IR adsorption [41]. Further, the XPS survey spectra elemental  percentages suggest that PE and PVA are the predominant plastics.  The Nile red positive microplastic results were found in the majority of tissue sam‐ ples (Figure 6). In some of the samples, the microplastics were aggregated and caused it  to  be  difficult  to  numerically  differentiate,  which  is  noted  by  “TMTC”  (Too  Many  To  Count) (See supporting material Table S1). The color that is noted is the color in which the  microplastics fluoresced. Nile red allows microplastics to be easily visualized in the sam‐ ples; however, it will only fluoresce PE, PP, PS, PC, PUR, and PEVA [35]. Thus, more mi‐ croplastics that do not fluoresce may be present than those seen by the UV light alone. In  addition, many samples had too many microplastics to define numerically; thus, when  leading to the total per sample, a “>” is used to denote the possibility of more than is  visibly seen. Nile red testing may be prone to false positives due to biofilm coatings on  undigested bones and trace tissues [42]. No accurate characteristics besides number and  fluorescence color could be retrieved for the smaller microplastics (Figure 6). They were  too small to measure the length and weight when placed in the density separation tube or  with IR.    Analytica 2023, 4  21  Figure 6. (a–d) Example images of Nile red‐stained MPs to fluoresce under UV light.  The pyrolysis‐GC‐MS results for two dolphin stomach contents depict a match based  on mass spectrums between acetamide at a retention time of 7.307 min (Figure 7a) and  pyrrole at 6.787 min (Figure 7b) for some residues scrapped from the filter papers. These  two chemicals are widely used as plasticizers, suggesting the potential presence of micro‐ plastics in the tested samples [43]. The ideal pyrolysis conditions for pyro‐GC/MS research  should  also  be  established  because  the  thermally  degraded  plastic  products  vary  depending on the pyrolysis temperature. The data processing stage requires time because  pyro‐GC/MS results are currently manually interpreted. Therefore, polymer identification  and quantification automation is a viable area for further research [44].    Analytica 2023, 4  22  Figure 7. Pyro‐GC data for selected plastic samples (a) S3 (acetamide) and (b) S13 (pyrrole).  A selected plastic sample was subjected to Raman spectroscopy analysis. The sample  contained peaks that matched PS and PMA (Figure 8). The extent of the biofilm coating  [42] on the plastic and particle size broadened the Raman signal, causing it to be challeng‐ ing to match standards.  Figure 8. Raman spectroscopy data for a selected plastic sample.    Analytica 2023, 4  23  Due to the limited number of samples available, no statistical interpretation was per‐ formed. However, a summary of plastics detected is presented in Table 1. It should be  noted that the physical characteristics of the animals (such as age, sex, body size, and rea‐ son for death), as well as various microplastic extraction techniques, sample organs, feed‐ ing patterns, and habitats, may all significantly contribute to this diversity in microplastic  abundance [38].  Table 1. The total amount of microplastics per sample type.  Total Number of  Tissue Sample (Number Ana‐ Number of Large  Confirmed by   Microplastics  Positive for PFOS   lyzed)  Plastics   Pryo‐GC   (Nile Red)  Dolphin Stomach Contents (10)  >104  0  3  2  Sea Turtle Stomach Contents  >60  2  0  0  (10)  Dolphin Intestinal Contents (10)  >134  0  0  0  Sea Turtle Intestinal Contents  >136  0  0  0  (10)  3.3. PFAS Analysis  For an analytical procedure to be employed, the recovery percentages should typi‐ cally be in the 85–115% range. The pike‒perch CRM provided 98.6% recovery for PFOS,  indicating that the PFOS extraction method is satisfactory and analytically acceptable. The  PFOS, PFOA, and GenX contents were below the detection limits (7–10 ng/L) of most sam‐ ples tested. Only three dolphin samples were positive for the presence of PFOS (Figure 9)  and they were in the from 95 to 1934.6 μg/kg range. High exposure levels of PFASs in  Indo‐Pacific humpback dolphins (liver content) from the PRE, China, were observed [45].  The source of the PFAS in these animals is unknown. However, microplastics are well  known  for the vector transport  of hydrophobic organic contaminants, including PFAS  [46].  Figure 9. (a) PFOS calibration curve in MeOH and (b) PFOS contents detected in dolphin stomach  contents.  4. Conclusions  An efficient and robust analytical method was developed, optimized, and validated  to co‐extract and analyze MPs and PFAS from dolphin, sea turtle stomachs, and intestines.  This study documented the first description of stomach and intestine MPs and PFOS in  bottlenose dolphins and sea turtles from the Mississippi Gulf coast. We also presented a    Analytica 2023, 4  24  systematic  workflow  to  identify  microplastics  using various analytical techniques.  Ac‐ cording to our preliminary findings, bottlenose dolphins, ordinary coastal residents who  spend the entire year in the gulf, could be used as a bioindicator to track microplastic  contamination. Future research is necessary to properly understand the health effects of  microplastics on this endangered species of cetacean, given the high rates of microplastic  ingestion and the high microplastics found in these animals. These findings illustrate that  animals at the top of the food chain are consuming plastics or microplastics either directly  or indirectly from lower trophic level species. It would also be essential to identify chem‐ icals that microplastics absorb and bioaccumulate in the body and understand the organs  or body systems affected. Future research will concentrate more on statistically examining  the amount of plastic dependent on animal age, sex, weight, and other bodily sections  (liver and kidney tissues, etc.). Additionally of interest will be the adsorption of PFAS,  pesticides, and other emerging contaminants onto microplastics and both targeted and  nontargeted analysis of a broad spectrum of PFAS (long chain, short chain, and oxygen‐ ated).  Supplementary  Materials:  The  following  supporting  information  can  be  downloaded  at:  https://www.mdpi.com/article/10.3390/analytica4010003/s1, Table S1: The characteristics of micro‐ plastics found in each sample, where DS stands for dolphin stomach, DI stands for dolphin intestine,  STS stands for sea turtle stomach, and STI stands for sea turtle intestine.  Author Contributions: Conceptualization, C.M.N., P.M.R., S.R.G. and T.E.M.; methodology, C.M.N  and P.M.R.; software, C.M.N., G.A. and E.B.H.; validation, D.M. (Debra Moore); formal analysis,  F.P., G.A., E.B.H., and I.E.; investigation, C.M.N., H.P., P.M.R., B.A., C.M., H.R., N.H., K.L., K.R. and  M.H.; resources, S.S. and R.V.K.G.T.; writing—original draft preparation, C.M.N. and C.M.; writ‐ ing—review and editing, C.M.N. and C.M.; visualization, D.M (Dinesh Mohan); supervision, A.B.,  D.M. (Debra Moore), S.R., M.L. and T.E.M.; project administration, A.B., D.M., S.R., M.L. and T.E.M.;  funding acquisition, A.B., D.M. (Debra Moore), S.R., M.L. and T.E.M. All authors have read and  agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This research was funded by Mississippi Department of Marine Resources (Gulf of Mexico  Energy Security Act) and National Institute of Health 5T35OD010432.  Data Availability Statement:  The data presented in this study are available on request from the  corresponding author.  Conflicts of Interest: The authors declare no conflict of interest.  References  1. Lebreton, L.; Andrady, A. Future scenarios of global plastic waste generation and disposal. Palgrave Commun. 2019, 5, 1–11.  2. Enfrin, M.; Dumée, L.F.; Lee, J. Nano/microplastics in water and wastewater treatment processes–origin, impact and potential  solutions. Water Res. 2019, 161, 621–638.  3. Prinz, N.; Korez, Š. Understanding how microplastics affect marine biota on the cellular level is important for assessing ecosys‐ tem function: A review. YOUMARES 9‐Ocean. Our Res. Our Future 2020, 101–120.  4. Zarfl, C.; Matthies, M. Are marine plastic particles transport vectors for organic pollutants to the Arctic? Mar. Pollut. Bull. 2010,  60, 1810–1814.  5. Geyer, R.; Jambeck, J.R.; Law, K.L. Production, use, and fate of all plastics ever made. Sci. Adv. 2017, 3, e1700782.  6. Cressey, D. The plastic ocean. Nature 2016, 536, 263–265.  7. Avio, C.G.; Gorbi, S.; Regoli, F. Experimental development of a new protocol for extraction and characterization of microplastics  in fish tissues: First observations in commercial species from Adriatic Sea. Mar. Environ. Res. 2015, 111, 18–26.  8. Lusher, A.L.; Hernandez‐Milian, G.; O’Brien, J.; Berrow, S.; O’Connor, I.; Officer, R. Microplastic and macroplastic ingestion by  a deep diving, oceanic cetacean: The True’s beaked whale Mesoplodon mirus. Environ. Pollut. 2015, 199, 185–191.  9. Mathalon, A.; Hill, P. Microplastic fibers in the intertidal ecosystem surrounding Halifax Harbor, Nova Scotia. Mar. Pollut. Bull.  2014, 81, 69–79.  10. Gouin, T.; Roche, N.; Lohmann, R.; Hodges, G. A thermodynamic approach for assessing the environmental exposure of chem‐ icals absorbed to microplastic. Environ. Sci. Technol. 2011, 45, 1466–1472.  11. Guzzetti, E.; Sureda, A.; Tejada, S.; Faggio, C. Microplastic in marine organism: Environmental and toxicological effects. Environ.  Toxicol. Pharmacol. 2018, 64, 164–171.  12. Madhav, N.V.; Gopinath, K.P.; Krishnan, A.; Rajendran, N.; Krishnan, A. A critical review on various trophic transfer routes of  microplastics in the context of the Indian coastal ecosystem. Watershed Ecol. Environ. 2020, 2, 25–41.    Analytica 2023, 4  25  13. Schymanski, D.; Goldbeck, C.; Humpf, H.U.; Fürst, P. Analysis of microplastics in water by micro‐Raman spectroscopy: Release  of plastic particles from different packaging into mineral water. Water Res. 2018, 129, 154–162.  14. Lima, A.; Costa, M.; Barletta, M. Distribution patterns of microplastics within the plankton of a tropical estuary. Environ. Res.  2014, 132, 146–155.  15. Messinetti, S.; Mercurio, S.; Parolini, M.; Sugni, M.; Pennati, R. Effects of polystyrene microplastics on early stages of two marine  invertebrates with different feeding strategies. Environ. Pollut. 2018, 237, 1080–1087.  16. Devriese, L.I.; Van der Meulen, M.D.; Maes, T.; Bekaert, K.; Paul‐Pont, I.; Frère, L.; Robbens, J.; Vethaak, A.D. Microplastic  contamination in brown shrimp (Crangon crangon, Linnaeus 1758) from coastal waters of the Southern North Sea and Channel  area. Mar. Pollut. Bull. 2015, 98, 179–187.   Y. Effects of microplastics on the innate immunity and intestinal  17. Liu, Z.; Yu, P.; Cai, M.; Wu, D.; Zhang, M.; Chen, M.; Zhao, microflora of juvenile Eriocheir sinensis. Sci. Total Environ. 2019, 685, 836–846.  18. Zhu, J.; Yu, X.; Zhang, Q.; Li, Y.; Tan, S.; Li, D.; Yang, Z.; Wang, J. Cetaceans and microplastics: First report of microplastic  ingestion by a coastal delphinid, Sousa chinensis. Sci. Total Environ. 2019, 659, 649–654.  19. Caron, A.; Thomas, C.; Ariel, E.; Berry, K.; Boyle, S.; Motti, C.; Brodie, J. Extraction and identification of microplastics from sea  turtles: Method development and preliminary results. Cent. Trop. Water Aquat. Ecosyst. Res. (Trop‐WATER). Publ. 2016, 15, 52.  20. Caron, A.G.; Thomas, C.R.; Berry, K.L.; Motti, C.A.; Ariel, E.; Brodie, J.E. Ingestion of microplastic debris by green sea turtles  (Chelonia mydas) in the Great Barrier Reef: Validation of a sequential extraction protocol. Mar. Pollut. Bull. 2018, 127, 743–751.  21. Duncan, E.M.; Broderick, A.C.; Fuller, W.J.; Galloway, T.S.; Godfrey, M.H.; Hamann, M.; Limpus, C.J.; Lindeque, P.K.; Mayes,  A.G.; Omeyer, L.C. Microplastic ingestion ubiquitous in marine turtles. Glob. Change Biol. 2019, 25, 744–752.  22. Besseling, E.; Foekema, E.; Van Franeker, J.; Leopold, M.; Kühn, S.; Rebolledo, E.B.; Heße, E.; Mielke, L.; IJzer, J.; Kamminga, P.  Microplastic in a macro filter feeder: Humpback whale Megaptera novaeangliae. Mar. Pollut. Bull. 2015, 95, 248–252.  23. Rodrigues,  J.P.;  Duarte,  A.C.;  Santos‐Echeandía,  J.;  Rocha‐Santos,  T.  Significance  of  interactions  between  microplastics  and  POPs in the marine environment: A critical overview. TrAC Trends Anal. Chem. 2019, 111, 252–260.  24. Giesy, J.P.; Kannan, K. Peer Reviewed: Perfluorochemical Surfactants in the Environment; ACS Publications: Washington, DC, USA,  2002.  25. Begley, T.; White, K.; Honigfort, P.; Twaroski, M.; Neches, R.; Walker, R. Perfluorochemicals: Potential sources of and migration  from food packaging. Food Addit. Contam. 2005, 22, 1023–1031.  26. Jovicic, V.; Khan, M.J.; Zbogar‐Rasic, A.; Fedorova, N.; Poser, A.; Swoboda, P.; Delgado, A. Degradation of low concentrated  perfluorinated compounds (PFCS) from water samples using non‐thermal atmospheric plasma (NTAP). Energies 2018, 11, 1290.  27. Sunderland, E.M.; Hu, X.C.; Dassuncao, C.; Tokranov, A.K.; Wagner, C.C.; Allen, J.G. A review of the pathways of human  exposure to poly‐and perfluoroalkyl substances (PFASs) and present understanding of health effects. J. Expo. Sci. Environ. Epi‐ demiol. 2019, 29, 131–147.  28. Savitz, D.A.; Stein, C.R.; Bartell, S.M.; Elston, B.; Gong, J.; Shin, H.M.; Wellenius, G.A. Perfluorooctanoic acid exposure and  pregnancy outcome in a highly exposed community. Epidemiology 2012, 23, 386.  29. Stahl, T.; Mattern, D.; Brunn, H. Toxicology of perfluorinated compounds. Environ. Sci. Eur. 2011, 23, 38.  30. Houde, M.; Wells, R.S.; Fair, P.A.; Bossart, G.D.; Hohn, A.A.; Rowles, T.K.; Sweeney, J.C.; Solomon, K.R.; Muir, D.C. Polyfluoro‐ alkyl compounds in free‐ranging bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) from the Gulf of Mexico and the Atlantic Ocean. En‐ viron. Sci. Technol. 2005, 39, 6591–6598.  31. Sciancalepore, G.; Pietroluongo, G.; Centelleghe, C.; Milan, M.; Bonato, M.; Corazzola, G.; Mazzariol, S. Evaluation of per‐and  poly‐fluorinated alkyl substances (PFAS) in livers of bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) found stranded along the northern  Adriatic Sea. Environ. Pollut. 2021, 291, 118186.  32. Stockin, K.; Yi, S.; Northcott, G.; Betty, E.; Machovsky‐Capuska, G.; Jones, B.; Perrott, M.; Law, R.; Rumsby, A.; Thelen, M. Per‐ and polyfluoroalkyl substances (PFAS), trace elements and life history parameters of mass‐stranded common dolphins (Delphi‐ nus delphis) in New Zealand. Mar. Pollut. Bull. 2021, 173, 112896.  33. Catarino, A.I.; Thompson, R.; Sanderson, W.; Henry, T.B. Development and optimization of a standard method for extraction  of microplastics in mussels by enzyme digestion of soft tissues. Environ. Toxicol. Chem. 2017, 36, 947–951.  34. Welikala, U.; Navarathna, C.M.; Nawalage, S.; Sarkar, B.; Mlsna, T.E.; Gunatilake, S.R. Analytical Methods for Particulate Plas‐ tics in Soil and Water. In Particulate Plastics in Terrestrial and Aquatic Environments; CRC Press: Boca Raton, FL, USA, 2020; pp.  51–81.  35. Shruti, V.; Pérez‐Guevara, F.; Roy, P.D.; Kutralam‐Muniasamy, G. Analyzing microplastics with Nile Red: Emerging trends,  challenges, and prospects. J. Hazard. Mater. 2022, 423, 127171.  36. Shoemaker, J. Method 537. Determination of selected perfluorinated alkyl acids in drinking water by solid phase extraction and  liquid  chromatography/tandem  mass  spectrometry  (LC/MS/MS).  2009.  Available  online:  https://www.google.com.hk/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=&ved=2ahUKEwjmvcL8jcv8AhXUxTgGHZ2UD‐ CoQFnoECBYQAQ&url=https%3A%2F%2Fcfpub.epa.gov%2Fsi%2Fsi_public_record_re‐ port.cfm%3FLab%3DNERL%26direntryid%3D198984&usg=AOvVaw21HPx0cUUkWRSHCGhQeBTh  (accessed  on  3  January  2023).  37. Novillo, O.; Raga, J.; Tomás, J. Evaluating the presence of microplastics in striped dolphins (Stenella coeruleoalba) stranded in  the Western Mediterranean Sea. Mar. Pollut. Bull. 2020, 160, 111557.    Analytica 2023, 4  26  38. Battaglia,  F.;  Beckingham,  B.;  McFee,  W.  First  report  from  North  America  of  microplastics  in  the  gastrointestinal  tract  of  stranded bottlenose dolphins (Tursiops truncatus). Mar. Pollut. Bull. 2020, 160, 111677.  39. Rodgers, K.M.; Swartz, C.H.; Occhialini, J.; Bassignani, P.; McCurdy, M.; Schaider, L.A. How Well Do Product Labels Indicate  the Presence of PFAS in Consumer Items Used by Children and Adolescents? Environ. Sci. Technol. 2022, 56, 6294–6304.  40. Aslam, M.; Kalyar, M.A.; Raza, Z.A. Polyvinyl alcohol: A review of research status and use of polyvinyl alcohol based nano‐ composites. Polym. Eng. Sci. 2018, 58, 2119–2132.  41. Müller, C.; Townsend, K.; Matschullat, J. Experimental degradation of polymer shopping bags (standard and degradable plas‐ tic, and biodegradable) in the gastrointestinal fluids of sea turtles. Sci. Total Environ. 2012, 416, 464–467.  42. Andrews, J.S.; Rolfe, S.A.; Huang, W.E.; Scholes, J.D.; Banwart, S.A. Biofilm formation in environmental bacteria is influenced   different macromolecules depending on genus and species. Environ. Microbiol. 2010, 12, 2496–2507.  by 43. Liu, D.; Zhang, L. Structure and properties of soy protein plastics plasticized with acetamide. Macromol. Mater. Eng. 2006, 291,  820–828.  44. Jung, S.; Cho, S.H.; Kim, K.H.; Kwon, E.E. Progress in quantitative analysis of microplastics in the environment: A review. Chem.  Eng. J. 2021, 422, 130154.  45. Gui, D.; Zhang, M.; Zhang, T.; Zhang, B.; Lin, W.; Sun, X.; Yu, X.; Liu, W.; Wu, Y. Bioaccumulation behavior and spatiotemporal  trends of per‐and polyfluoroalkyl substances in Indo‐Pacific humpback dolphins from the Pearl River Estuary, China. Sci. Total  Environ. 2019, 658, 1029–1038.  46. Scott, J.W.; Gunderson, K.G.; Green, L.A.; Rediske, R.R.; Steinman, A.D. Perfluoroalkylated substances (Pfas) associated with  microplastics in a lake environment. Toxics 2021, 9, 106.  Disclaimer/Publisher’s Note: The statements, opinions and data contained in all publications are solely those of the individual au‐ thor(s) and contributor(s) and not of MDPI and/or the editor(s). MDPI and/or the editor(s) disclaim responsibility for any injury to  people or property resulting from any ideas, methods, instructions or products referred to in the content. 

Journal

Analytica – Multidisciplinary Digital Publishing Institute

Published: Jan 18, 2023

Keywords: microplastics; dolphin; sea turtles; PFAS; PFOS; Pyro-GC-MS; analysis

There are no references for this article.